PARASITOLOGIA
Estudo dos parasitas / doenças parasitárias
, métodos de diagnóstico e controle
de doenças parasitárias.
A amostra mais utilizada para a pesquisa de parasitas
são as fezes, todavia os parasitas podem
estar presentes dentro e sobre todas as partes do
corpo, ex. Plasmodium, Trichomonas.
Parasitas são organismos que vivem em ou
sobre um hospedeiro e sobrevive às suas custas.
Os parasitas dividem-se em:
1. PARASITAS COMENSAIS: não causam efeitos
perigosos óbvios ao hospedeiro. Ex. Piolho.
2. PARASITAS PATOGÊNICOS : Podem causar doença
severa e morte do hospedeiro se não houver
tratamento. Ex. Malária, Taenia.
3. PARASITAS OPORTUNISTAS: Não causam doença
em hospedeiros sadios, mas podem causar doenças
severas em pacientes imunodeprimidos.
Os hospedeiros se classificam em:
· DEFINITIVO: hospedeiro definitivo é
o organismo no qual a vida sexual madura ou a forma
adulta do parasita é encontrada.
· INTERMEDIÁRIO: É um organismo
que é exigido para completar o ciclo de vida
do parasita.
Os parasitas que infectam o homem se dividem em
3 grupos:
Protozoários, Helmintos e Artrópodes.
¨ PROTOZOÁRIOS : protos (primeiro) zoon
(animal) - São animais simples destituídos
de tecidos e órgãos, mas apesar disso,
exercem todas as funções necessárias
às atividades vitais. São constituídos
de protoplasma e organóides. São chamados
de organismos unicelulares. Os protozoários
dividem-se conforme o modo de locomoção:
a) Amebas: Classe Rhizopoda, movimentam-se pela
emissão de pseudópodes (falsos pés).
Ex. Entamoebas, Endolimax, Iodamoebas, Dientamoeba
fragilis...
b) Flagelados: Classe Mastigophora. Movimentam-se
através de flagelos. Dentre os 3 tipos que
se encontram no homem (Giardia intestinalis, Chilomastix
mesnilii e Trichomonas hominis) somente a Giardia
é considerada patogênica.
c) Ciliados: O único ciliado que parasita
o homem é o Balantidium coli (é um
parasita comum do intestino dos suínos).
Os protozoários patogênicos são:
Entamoeba histolytica, Dientamoeba fragilis, Giardia
intestinalis, Trichomonas vaginalis, Balantidium
coli, Isospora belli e Sarcocystis sp.
Os protozoários não patogênicos
são:
Entamoeba coli, Entamoeba hartmani, Endolimax nana,
Iodamoeba butschlii, Trichomonas hominis e Chilomastix
mesnilii.
¨ HELMINTOS : é o nome comum dos vermes.
Os Helmintos se dividem em duas classes:
I. Filiformes cilíndricos (Nematelmintos)
- animais livres de solos úmidos, aquáticos
de água doce ou salgada. Corpo mole, alongado
e segmentado.
II. Achatados (Platelmintos) - Animais alongados,
vermiformes e achatados dorso-ventralmente, células
diferenciadas em tecidos e órgãos.
I . NEMATELMINTOS : Dentre os Nematelmintos estão:
Enterobius vermicularis, Trichiuris trichiura, Fascíola
hepática, Áscaris lumbricóides
e Ancilostomídeos;
II. PLATELMINTOS : Os Platelmintos dividem-se ainda
em :
a) Trematódeos : Schistosoma mansoni
b) Cestódeos : Taenis solium, Taenia saginata,
Hymenolepis nana, Hymenolepis diminuta.
MÉTODOS PARA DETECÇÃO DE PARASITAS
NAS FEZES
a) Hoffmann - baseado na sedimentação
espontânea das fezes após duas horas.
É um método específico para
pesquisa de Schistosoma mansoni, porém por
mostrar-se altamente eficiente também nas
pesquisas de protozoários, este método
é amplamente utilizado para a pesquisa dos
demais parasitas.
b) Baermann & Moraes - Método baseado
no Hidrotermotropismo das larvas de Strogilóides
stercoralis.
c) Direto :O método direto é específico
para a pesquisa de trofozoítos nas fezes
(forma adulta dos protozoários).
d) Kato e Stoll - Métodos para contagem de
ovos de Helmintos.
e) Willis (flutuação em salina saturada)
f) MIF sedimentação
g) Teste da fita adesiva (pesquisa de Oxiúrus)
FLUTUAÇÃO SIMPLES - WILLIS ( flutuação
em salina saturada)
Essa técnica se baseia na propriedade que
alguns ovos de helmintos apresentam de flutuarem
na superfície de uma solução
de densidade elevada e de aderirem ao vidro. Este
procedimento é específico para a pesquisa
de ovos de Ancilostomídeos.
1. A solução saturada de cloreto de
sódio é feita adicionando aproximadamente
40g de NaCl a 100mL de água sob aquecimento
até o ponto em que o sal não se dissolva
mais na água. A densidade desta solução
deve ser de aproximadamente 1,20g/mL.
2. Colocar uma quantidade de fezes (aproximadamente
2 g) coletadas de várias partes do bolo fecal
em uma pequena cuba contendo uma parte de solução
saturada de cloreto de sódio, dissolver as
fezes nesta solução e acrescentar
água até a borda.
3. Colocar sob a borda da cuba uma lâmina
de vidro quase tocando a solução saturada
e deixar de 30 a 45 minutos . Após este tempo,
inverter a lâmina rapidamente e observar ao
microscópio.
COLETA PARA PESQUISA DE ENTEROBIUS VERMICULARIS
(TÉCNICA DA FITA ADESIVA OU SWAB PERIANAL
NOTURNO)
Material necessário
1. Fita de celofane adesiva e transparente (tipo
Durex)
2. Toluol (tolueno), Xilol (xileno) ou Iodo-xilol
3. Lâmina para microscopia.
Técnica
1. Colocar um pedaço de fita adesiva transparente
em uma espátula de madeira tipo abaixador
de língua com a parte adesiva voltada para
fora
2. Pressionar firmemente a espátula contendo
a fita adesiva contra as pregas anais e perianais
3. Colar a fita adesiva em lâmina devidamente
identificada
4. No momento da execução do exame,
levantar cuidadosamente a fita da lâmina e
pingar uma gota de toluol ou xileno e pressionar
novamente a fita contra a lâmina. A preparação
ficará clara ou levemente corada, tornando
os ovos bem visíveis.
Caso o material não seja examinado imediatamente,
não acrescentar o toluol.
MIF SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA
1. Misturar o material fecal fixado pelo MIF.
2. Filtrar a suspensão através de
gaze dobrada em 4 e colocar o filtrado em tubo cônico
de sedimentação com capacidade de
125mL.
3. Adicionar água corrente, se necessário,
até completar ¾ do volume do copo
cônico . Deixar a suspensão em repouso
durante 1 a 2 horas.
4. Decantar com cuidado 2/3 do sobrenadante sem
perder o sedimento. Ressuspender o sedimento com
água corrente e deixar em repouso por mais
uma hora.
5. Esse procedimento de lavagem pode ser repetido
até que o sobrenadante fique relativamente
claro.
6. Colher o sedimento e depositá-lo em uma
lâmina, fazendo a observação
em microscópio.
MÉTODO DE HOFFMANN ( Sedimentação
espontânea)
Método baseado na sedimentação
espontânea, específico para a pesquisa
de ovos de Schistosoma mansoni, porém é
altamente eficiente e amplamente utilizado para
a pesquisa de todos os parasitas.
MATERIAL NECESSÁRIO
1. Cálice de decantação
2. Peneira
3. Gaze dobrada em 4
4. Água corrente ou destilada
5. Espátula de madeira (tipo abaixador de
língua)
6. Lâmina e lamínula
Tomar cerca de 4 g de fezes recém emitidas,
dissolvê-las no próprio recipiente
de coleta (frasco padrão para coleta de amostra)
utilizando um pouco de água. Transferir o
material dissolvido para um cálice de decantação
fazendo filtrar em peneira contendo gaze em 4. Completar
até ¾ do volume de água e deixar
repousar em superfície firme e livre de vibrações
por no mínimo 2 horas.
Retirar o sedimento com um canudo ou pipeta Pasteur
e transferir para lâmina de vidro adicionando
2 gotas de solução de Lugol e cobrindo
com lamínula. Observar ao microscópio
em objetiva de 10x.
MÉTODO DE BAERMANN
O método de Baermann baseia-se no Hidrotermotropismo
positivo das larvas de Strongyloides stercoralis.
MATERIAL NECESSÁRIO
1. Estante para Baermann
2. Tubos de Hemólise
3. Peneira e gaze
4. Lâminas e lamínulas
5. Tubo de látex e pinça de Mohr
6. Funil
7. Água aquecida a 45ºC
Colocar a água aquecida no funil com o tubo
de látex vedado pela pinça de Mohr,
quantidade suficiente para tocar a extremidade inferior
da peneira contendo as fezes.
Depositar pequena quantidade de fezes sobre a peneira
contendo gaze e deixar em repouso por 45 a 60 minutos.
Após este tempo, soltar a pinça de
Mohr e deixar que o material escorra para um tubo
de hemólise. Centrifugar o material em baixa
rotação e observar o sedimento em
objetiva de 10x. Este método é específico
para a pesquisa de larvas de S. stercoralis.
MÉTODO DIRETO
Específico para a pesquisa de Trofozoítos
em fezes frescas.
MATERIAL
1. Fezes recém emitidas
2. Lâmina e lamínula de vidro
3. Espátula de madeira
4. Solução de NaCl a 0,85%
Aplicar diretamente na lâmina de vidro pequena
quantidade de fezes frescas fazendo misturar com
algumas gotas de solução salina fisiológica,
homogeneizando suavemente. Cobrir com lamínula
e observar imediatamente ao microscópio.
