DETERMINAÇÃO DO TEMPO DE SANGRAMENTO
(DUKE)
O tempo de sangramento corresponde à duração
de uma pequena hemorragia quando uma incisão de dimensões
padronizadas é praticada na pele artificialmente. O teste fornece
dados relativos à função e número das plaquetas,
bem como da resposta da parede capilar à lesão.
Material
· Lancetas estéreis
· Papel de filtro
· Cronômetro
· Algodão em álcool 70%
Procedimento
· Fazer assepsia da polpa digital ( ou lóbulo
da orelha) com álcool a 70%.
· Escolher o local da picada evitando áreas congestas
e inflamadas.
· Com a lanceta perfurar o local escolhido e desinfetado, deixando
o sangue fluir livremente.
· Fazer funcionar o cronômetro no momento da picada.
· Usando o papel de filtro, secar de trinta em trinta segundos
a gota de sangue que se forma, sem tocar a pele, utilizando cada ver
uma parte limpa do papel de filtro.
· Quando o sangue parar de fluir e de manchar o papel parar o
cronômetro.
· Registrar a duração da hemorragia como o tempo
de sangria.
Valores normais
De 1 a 3 minutos.
DETERMINAÇÃO DO TEMPO DE COAGULAÇÃO
(LEE-WHITE)
O tempo de coagulação corresponde ao
tempo gasto para o sangue coagular quando retirado do organismo. Fornece
dados relativos ao sistema de coagulação do sangue. É
um teste sujeito à numerosas variáveis.
Material
· Material para punção venosa
· Tubos de ensaio (hemóolise)
· Banho-maria 37°C
· Cronômetro
Procedimento
· Colher o sangue por punção venosa.
· Marcar o tempo logo que o sangue aparecer na agulha da seringa.
· Tomar dois tubos e colocar aproximadamente 1,0 mL de sangue
em cada um.
· Colocar os tubos em banho-maria 37°C.
· Inclinar um dos tubos a cada minuto, até que este possa
ser inclinado em um ângulo de 90° sem que o sangue escorra.
· Inclinar então o segundo tubo de 30 em 30 segundosaté
a formação do coágulo.
· Marcar o tempo entre o momento da coleta e a total coagulação
do sangue como sendo o tempo de coagulação
Valores normais
De 5 a 10 minutos.
Observação: Utilizar sempre tubos muito
bem limpos e secos.
Usar sempre 2 tubos
Caso não haja um banho-maria no local da coleta, colocar o tubo
na palma da mão e apertá-lo firmemente até colocá-lo
no banho-maria.
VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO (V.H.S)
A hemossedimentação mede a estabilidade
de hemácias no plasma que, por ser menos denso, favorece a sedimentação
dos glóbulos pela ação da gravidade , quando colocados
numa pipeta graduada de 0 a 200mm com 2,5mm de diâmetro interno
e 1ml de caplacidade.
As hemácias em suspensão no plasma, colocadas na pipeta
de westergreen, sofrem sedimentação com velocidade variável
em função da concentração de fibrinogênio
e globulinas, tamanho e forma das hemácias e alterações
elétricas do plasma e glóbulos.
Inicialmente ocorre a queda individual das hemácias, seguida
pela agregação dos glóbulos com formação
de rouleaux e aumento da velocidade de hemossedimentação,
que se torna constante para diminuir numa fase final, quando os glóbulos
se concentram na porção inferior da pipeta.
Material Necessário:
· Material completo para punção
venosa
· Tubo contendo anticoagulante (EDTA)
· Suporte e pipetas de Westergreen
· Relógio
Procedimento
1. Colher 5 ml de sangue do paciente em jejum pela
manhã, sem apertar demasiadamente o garrote .
2. Colocar o sangue no tubo contendo EDTA e homogeneizar suavemente.
3. Com a pipeta de Westergreen aspirar sangue até exatamente
a marca zero.
4. Colocar a pipeta no suporte próprio de forma a permanecer
na vertical.
5. Marcar o tempo.
6. Fazer a leitura em milimetros após uma e duas horas ao nível
da separação do plasma e hemácias.
Valores Normais
Após 1 Hora Após 2 Horas
Homens : de 3 a 5 mm 7 a 15mm
Mulheres: de 4 a 7mm 12 a 17mm
Crianças: de 4 a 7mm 12 a 17mm
A velocidade de hemossedimentação é
um teste sensível, porém, pouco específico. Indica
infecções agudas, crônicas e necrose por tumores
malígnos, cirurgias e inflamações granulomatosas.
È útil no controle de evolução das doenças.
PESQUISA DE DREPANÓCITOS
(Hemácias Falciformes)
A hemoglobina S ocorre em 80% da população
dos negróides brasileiros, tornando a sua pesquisa um exame bastante
solicitado em nosso meio. As hemácias contendo hemoglobina S
sofrem falcização em presença de baixa tensão
de oxigênio produzida pelo metabissulfito de sódio in vitro.
Material Necessário:
1. Material para punção digital ou sangue
colhido por punção venosa em EDTA.
2. Lâminas e lamínulas para microscopia.
3. Solução de metabissulfito de Sódio a 2%.
4. Parafina ou esmalte para vedação.
Procedimento:
Colocar uma gota de sangue sobre a lâmina de
microscopia e adicionar ao sangue duas gotas de metabissulfito a 2%.
Misturar com a ponta da lamínula cobrindo com a mesma sem permitir
a presença de bolhas. Vedar todas as bordas da lamínula
para evitar a entrada de oxigênio na mistura e deixar em repouso
em câmara úmida.
O resultado é dado como negativo ou positivo, conforme a presença
de células falciformes. Antes de liberar um resultado negativo,
reexaminar a lâmina após 6 e 24 horas.
PESQUISA DE CÉLULAS LE
(Lúpus Eritematoso)
O Lúpus Eritematoso é uma doença
de etiologia obscura, cujo caráter fundamental é a alteração
primária e difusa do tecido colágeno. Apresenta forma
localizada na pele e disseminada com acometimento de vários órgãos.
O fenômeno LE é estudado através de técnicas
imunológicas, histoquímicas e microfotográficas.
Consiste em incubar os leucócitos com o soro
suspeito de conter o FAN (fator anti-nuclear). Nas técnicas diretas,
células e soro são do próprio paciente e nas indiretas,
leucócitos de outras pessoas são misturados ao soro do
paciente.
Material:
1. Material para punção venosa
2. Tubos sem anticoagulante para acondicionar o sangue
3. Tubos de hematócrito (Wintrobe)
4. Banho-maria a 37º
5. Centrífuga
6. Lâminas para microscopia
7. Corantes de May-Grünwald e Giemsa ou Wright
8. Óleo para microscopia
9. Microscópio.
Procedimento:
Colher 8ml de sangue sem anticoagulante e transferi-lo
para tubo. Deixar coagular e incubar a 37º por 30 minutos. Fragmentar
o coágulo com um bastão de vidro e filtrar o material
em gaze. Centrifugar o filtrado a 2.000rpm durante 5 minutos.
Aspirar o soro sobrenadante. O material restante é colocado em
tubos de Wintrobe e centrifugado a 2.000rpm 5 minutos. Desprezar o sobrenadante
e realizar os esfregaços com a porção celular,
especialmente os leucócitos. Corar pelo May-Grünwald ou
Wright e pesquisas através do microscópio.
Resultado:
O teste de LE positivo pode apresentar sob forma de
corpos nucleares homogêneos e livres, células LE, que são
neutrófilos contendo inclusões citoplasmáticas
violáceas, homogêneas, amorfas e rosetas: grupos de neutrófilos
englobando material nuclear amorfo.
PESQUISA DE HEMATOZOÁRIOS
Agentes infecciosos podem permanecer no sangue transitoriamente
ou estabelecerem-se nos órgãos hematopoéticos como
a medula óssea, baço e linfonodos. São exemplos
de hematozoários: Plasmodium (vivax, falciparum e malariae),
Tripanossoma Cruzi, Leishmania Donovani, Filária (Wuchereria
Bancrofti), Leptospira Icteriohaemorrhagiae, Trichinella Spiralis, Treponema
Pallidum, Borrelia Recurrentis, Toxoplasma Gondii, Histoplasma Capsulatum,
Paracoccidioides Brasiliensis e outros.
Consiste no exame de material corado a partir de gotas
de sangue. A hemólise facilita a observação dos
parasitas em grande volume.
Procedimento:
Em uma lâmina de microscopia, colocar três
gotas de sangue enfileiradas em sentido longitudinal, guardando distância
aproximada de 1cm entre uma e outra. Aguardar a secagem do sangue. Retirar
a hemoglobina colocando a lâmina por 10 minutos na posição
vertical em um frasco contendo água destilada.
Corar a lâmina pelo Giemsa ou Leishman. Examinar em objetiva de
imersão. Este exame é mais comumente utilizado para pesquisa
de Plasmodium.
MÉTODOS DE EXAME PARASITOLÓGICO
HOFFMANN - ou sedimentação espontânea,
é o método mais utilizado nos laboratórios, apesar
de inicialmente ser um método específico para pesquisa
de ovos de Schitosoma, é possível detectar também
vários outros tipos de parasitas.
Técnica: Colocar cerca de 3 a 4 gramas de fezes num recipiente
e dissolver com mais ou menos 20ml de água utilizando um bastão
de vidro ou espátula de madeira. Em um cálice de vidro
próprio para este método com capacidade de 250ml, colocamos
uma peneira com gaze dobrada em quatro e coamos a suspensão de
fezes já dissolvidas. Deixar o cálice em repouso por 2
horas e colher o sedimento da parte afunilada do cálice, colocar
sobre lâmina e corar com solução de Lugol. Cobrir
com lamínula e observar ao microscópio.
BAERMANN - Baseia-se no hidrotermotropismo das larvas.
Método para detectar a presença de larvas de Strongilóides
.
Técnica: Tomar um funil de vidro de 12cm de diâmetro e
adaptar em sua haste um tubo de borracha ligado a uma pipeta de Pasteur.
O tubo mantém-se fechado por meio de uma pinça chamada
pinça de Mohr. Na parte de cima do funil, que é mantido
em uma estante especial para este fim, coloca-se uma tela ou peneira
recoberta de gaze dobrada.
Colocar 3 a 4 gramas de fezes recentemente colhidas sem conservantes
sobre a gaze. Colocar no funil com a pinça fechada, água
aquecida entre 40 e 42ºC, até que a água atinja as
fezes na peneira. Deixar em repouso por 30 minutos. Nesse tempo as larvas
migram para a água aquecida e se concentram no fundo do funil.
Recolher o líquido da haste do funil e examinar em microscópio
com pequeno aumento.
MÉTODO DIRETO - No método direto as
fezes são examinadas ao microscópio entre lâmina
e lamínula, diluídas . Podem ser utilizadas fezes normalmente
emitidas (formadas, pastosas ou líquidas) ou após purgativo,
tanto preservadas em MIF ou formalina. Fezes preservadas são
úteis para a detecção de cistos de protozoários
e de ovos e larvas de helmintos, mas a pesquisa de trofozoítos
deve ser feita pelo método direto, com fezes frescas, não
conservadas.
KATO E STOLL - São métodos específicos
para contagens de ovos, principalmente de Schistosoma.
